小型豬痰瘀互結證冠心病“痰、毒、瘀”病機演變規律的實驗研究
藥理
作者：劉建勳 林成仁 任建勳 李磊 任鈞國 付建華 劉光宇
[摘要] 目的：探討小型豬痰瘀互結證冠心病病機演變的規律。方法：將18隻中國小型豬隨機分為正常對照組，模型組，丹蔞片組，每組6隻。除正常對照組外，其他各組高脂飼料喂養 2周後，采用介入技術球囊損傷冠狀動脈左前降支內皮，繼續高脂飼料喂養8周，製備小型豬痰瘀互結證冠心病模型。於0周（實驗前）、高脂2周（術前或給藥前）、高脂6周（給藥後4周）、高脂10周（給藥後8周），分別觀察各組動物體重指數（BMI）、血液流變性參數、血脂水平、血清炎症因子水平的動態變化，並在實驗結束時觀察肝髒甘油三酯（TG）和總膽固醇（TC）水平及冠狀動脈組織病理改變。結果：與對照組比較，模型組自第2周起至實驗結束，血清TC，TG，LDL-C及VLDL-C水平均升高（P-1和60 s-1切變率下的全血黏度均明顯增加（P-1和60 s-1切變率下的全血黏度均明顯降低（P[1]。但是炎症反應不僅存在於觸發和加速缺血性心腦血管疾病過程中，而且與血脂代謝紊亂、血管功能失調和血小板激活等也存在密切的關係，相互影響，共同促進動脈粥樣硬化的發生及發展。研究表明，脂質代謝紊亂不僅可以激活炎症反應[2]，而且誘導血液流變性異常[3]；血液黏度的異常同樣可以促進炎症反應[4]；炎症反應反之可以引起血液黏度和血小板聚集性的異常改變，平滑肌細胞增殖和斑塊脂核形成[5]。結合中醫病因病機理論對疾病過程中血脂代謝紊亂、炎症反應以及血液流變性等客觀變化的認識，筆者認為AS的發生、發展是一個痰、毒、瘀不斷變化的一個動態過程，三者之間相互影響，互為因果，導致血液、脈道功能失調而發生的一種病理改變，從而導致心脈瘀阻，不榮則痛的冠心病（胸痹）臨床表現。以往由於動物模型研究的限製，使冠心病“痰、毒、瘀”病因病機的研究難以得到有效的客觀分析與評價。本研究在前期冠心病小型豬動物模型研究的基礎上[6]，結合中醫病因病機的現代認識，通過觀察反映“痰、毒、瘀”的血脂代謝、炎症反應、血液流變等各項指標的變化，分析冠心病痰瘀互結證病機演變的客觀規律，對於推動中醫冠心病病因病機學發展和冠心病臨床證治有重要的意義。
1材料
1.1動物中國實驗小型豬（Chinese experimental miniature swine， CEMS），18隻，雌雄不拘，體重15～20 kg，由北京北七家美樂養殖場提供，動物合格證號SCXK（京）2013-0005。
1.2藥物與試劑丹蔞片（0.3 g/片，吉林康乃爾藥業有限公司，批號）；戊巴比妥鈉（德國進口分裝，北京化學試劑公司，批號）；76%複方泛影葡胺注射液（上海旭東海普藥業有限公司，批號）；總膽固醇（TC）、甘油三酯（TG）和低密度脂蛋白膽固醇（LDL-C）測定試劑盒（中生北控生物科技股份有限公司，批號分別為，，）；超敏性C反應蛋白（high-sensitivity C-reactive protein， hs-CRP）Elisa測定試劑盒（美國Kamiya biomedical公司，批號）；腫瘤壞死因子（tumor necrosis factor， TNF）-α和白介素（interleukin， IL）-6 Elisa測定試劑盒（美國RD公司，批號分別為，）。高脂飼料組成：每100 kg高脂飼料中含膽固醇2 kg，膽鹽0.5 kg，豬油10 kg，由北京科澳協力飼料有限公司提供，許可證編號SCXK（京）2009-0012。
1.3儀器 MP150多導生理信息分析係統（美國Biopac公司）；BV Pulsera型C型臂X光機（荷蘭飛利浦公司）；LBY-N6C全自動血液流變儀（北京普利生儀器有限公司）；RA-1000全自動生化分析儀（美國TECHNICON公司）；快速交換PTCA球囊擴張導管（管徑=1.3∶1，美國Boston公司）；導引導絲，6F Cordis血管造影導管和球囊（美國Abbott公司）；ICE-CL31R低溫離心機（美國Thermo公司）；TEC-7621C型心電監護儀（日本光電）；HMIAS-2000病理圖像分析係統（北京利金陽科技發展有限公司）；synergy 4酶標儀（美國Biotek公司）；BH-2顯微鏡（日本Olympus公司）。
2方法
2.1痰瘀互結證冠心病小型豬模型的建立參考文獻方法進行改進[6]，小型豬以高脂飼料喂養2周，每隻每天900 g，在高脂飼料喂養的基礎之上，用介入法行冠狀動脈血管內皮損傷。具體操作：耳靜脈注射戊巴比妥鈉（30 mg·kg-1）麻醉後，分離右側頸總動脈，結紮遠心端，置入6F動脈鞘管，從動脈鞘的側管注入肝素200 U·kg-1。在C型臂X光機透視下，以6F 35 L右冠導引導管置於左冠狀動脈開口行左冠狀動脈造影，觀察豬冠狀動脈的分布情況，造影後置入交換導絲，將導絲置入冠狀動脈前降支（left anterior descending branch， LAD）中部，將球囊沿導絲進入LAD中部。根據實驗動物間LAD血管直徑的差異進行球囊加壓8～12大氣壓（Atmosphere，ATM），持續30 s，反複3次，每次間隔1 min，間隔期間球囊不加壓，擴張後維持球囊壓力4～6ATM，同時輕微拉動球囊，距離0.5～1.0 cm。完成後撤除導絲、球囊，再次造影觀察LAD擴張情況，撤除導引導管，結紮頸總動脈，傷口清創，局部給予150萬U青黴素，無菌縫合，單籠喂養觀察，術中連續心電監護。術後繼續給予高脂飼料（每隻每天900 g）喂養8周。正常對照組隻冠脈造影，不行介入損傷術，僅給予普通飼料喂養，每隻每天900 g。
2.2分組及給藥將18隻小型豬隨機分為3組（每組6隻，雌雄不拘）：正常對照組、模型組、丹蔞片組（0.24 g·kg-1）。術後第2天每天上午將藥物拌於飼料中喂養，連續給藥8周。
2.3體重指數的測定各組動物分別於0周（實驗前）、高脂2周（術前或給藥前）、高脂6周（給藥後4周）、高脂10周（給藥後8周）測定小型豬體重（W）和體長（從兩耳根中點連線的中部起，用卷尺沿背脊量到尾根的第一自然輪紋為止，L）。體重指數（body mass index， BMI）由公式（BMI=W/L2）計算得出。
2.4血清及肝髒血脂測定各組動物分別於0周（實驗前）、高脂2周（術前或給藥前）、高脂6周（給藥後4周）、高脂10周（給藥後8周）禁食14 h後，鎖骨下靜脈取血3 mL，1 600×g離心10 min，分離血清，采用全自動生化分析儀進行血脂測定，包括TC，TG，LDL-C和VLDL-C。同時在實驗結束時取肝左葉部分肝組織，剪碎，研成勻漿，離心取上清，進行肝髒脂質測定，包括TC和TG。
2.5血液流變性參數的檢測各組動物分別於0周（實驗前）、高脂2周（術前或給藥前）、高脂6周（給藥後4周）、高脂10周（給藥後8周）分別進行血液流變性檢測。各組動物禁食14 h後，鎖骨下靜脈取血3 mL，肝素抗凝，1 mL抗凝血用於150，60，5 s-1切變率下全血黏度的測定，剩餘肝素抗凝血於1 600×g離心10 min後，取上清用於血漿黏度測定（切變率100 S-1）。