組分M8保留時間為7.38 min,分子離子峰為m/z 347,MS2質譜碎片m/z 329 為m/z 347丟失一分子H2O得到,m/z 329五元內酯環丟失-C=O得到碎片m/z 301,m/z 301繼丟失一分子H2O得到m/z 283,與M1裂解方式類似,推測M8為M1的二萜雙環上的脫水產物。
組分M9保留時間為7.94 min,分子離子峰為m/z 363,MS2質譜m/z 345為丟失一分子H2O得到,m/z 345五元內酯環丟失-COO得到碎片m/z 301,碎片m/z 301丟失一分子H2O得到碎片m/z 283。結合文獻[12],19位-CH2OH易被氧化成-COOH,m/z增加14,因此推斷M9為19位羧基產物。
根據鑒定出的代謝產物的結構,推斷17-氫-9-去氫穿心蓮內酯在大鼠肝微粒體中的生物轉化過程。
4 討論
17-氫-9-去氫穿心蓮內酯(DHA)大鼠肝微粒體代謝速率研究中,為避免與非特異性蛋白結合,孵育體係中肝微粒體的質量濃度選擇1 g·L-1,體係中DHA的質量濃度為1 mg·L-1,其相對分子質量為350,約為2.9 μmol·L-1,一般情況下低於Km,代謝的速率與孵育時間呈線性[13]。
孵育體係中的底物濃度采用UHPLC-MS/MS定量分析,鑒於DHA結構中存在3個羥基,且正離子模式下該化合物的響應低,本實驗采用負離子模式監測。定量分析模式曾嚐試采用多反應離子監測(MRM)模式,采用乙腈-水作為流動相時,Q 1掃描質譜圖的基峰為DHA的脫水峰m/z 331.1,當在水相中添加0.1%甲酸、0.1%乙酸或5 mmol乙酸銨時,質譜響應均受到一定影響,因此選擇乙腈-水作為流動相,選擇DHA的脫水峰[M-H2O-H]-為母離子,進一步優化CE,尋找合適的子離子。實驗過程中發現選擇不同的CE,子離子均不穩定,因此選用選擇離子監測(SIM)定量模式,DHA定量離子[M-H2O-H]-和內標脫水穿心蓮內酯定量離子[M-H]-均為m/z 331.1。
代謝產物定性分析的前處理方法采用液液萃取法,理由是蛋白沉澱法處理後尚存的大極性雜質的負離子全掃描響應極大,而代謝產物響應相對很低,固相萃取法價格昂貴,而采用液液萃取、氮吹後濃縮,雜質的幹擾較少,代謝產物的響應值相應增強。
肝微粒體代謝速率和代謝產物的研究結果表明,17-氫-9-去氫穿心蓮內酯在大鼠肝微粒體中代謝速率較快,代謝產物多為羥基化產物和脫氫產物,且所有產物的極性均大於原型藥物。穿心蓮二萜內酯類化合物二萜雙環上羥基或羰基的引入均可使抗炎和抗腫瘤活性增強[14],本實驗采用飛行時間質譜結合文獻對17-氫-9-去氫穿心蓮內酯的肝微粒體外代謝產物進行了鑒定,為篩選出活性更好的穿心蓮二萜內酯類衍生物提供了一定的依據。
[參考文獻]
[1] 唐韻.喜炎平注射液臨床應用近況[J].世界臨床藥物,2014,35(3):184.
[2] 吳君,利巴韋林單用及聯用喜炎平注射液治療小兒輪狀病毒腸炎[J]. 中國實驗方劑學雜誌,2013,19(18):323.
[3] 聶穎蘭,範斌,閆寒,等.喜炎平注射液對LPS致急性肺損傷大鼠肺泡灌洗液中細胞因子含量的影響[J].中國中醫基礎醫學雜誌,2012,18(9):976.
[4] 王晶,任吉祥,謝雁鳴,等.喜炎平注射液治療手足口病的係統評價[J].中國中藥雜誌,2013,38(18):3215.
[5] 王誌飛,謝雁鳴.基於真實世界的喜炎平注射液HIS臨床劑量應用分析[J].中國中藥雜誌,2012,39(3):457.
[6] 詹惠中,陳偉康,肖小武,等.HPLC法同時測定喜炎平注射液中4個有效成分的含量[J].藥物分析雜誌,2012,32(1):140.
[7] 崇嵐.喜炎平注射液中有效成分在大鼠體內的藥代動力學及組織分布研究[D].南昌:南昌大學,2013.
[8] Chong L,Chen W K,Luo Y H,et al.Simultaneous determination of 9-dehydro-17-hydro-andrographolide and sodium 9-dehydro-17-hydro-andrographolide-19-yl sulfate in rat plasma by UHPLC-ESI-MS/MS after administration of Xiyanping injection:application to a pharmacokinetic study[J].Biomed Chromatogr,2013,27(7):825.
[9] Obach R S.Prediction of human clearance of twenty-nine drugs from hepatic microsomal intrinsic clearance data:an examination of in vitro half-life approach and nonspecific binding to microsomes [J].Drug Metab Dispos,1999,27(11):1350.
[10] Xin X L,Ma X C,Zhang B J,et al.Microbial transformation of dehydroandrographolide by Cunninghamella elegans[J].J Asian Nat Prod Res,2009,11(2):187.
[11] He X J,Zeng X B,Hu H,et al.Cytotoxic biotransformed products from andrographolide by Rhizopus stolonifer ATCC 12939 [J].J Mol Catal B-Eneym,2010,62(3/4):242.
[12] He X,Wang Y,Hu H,et al.Novel bioconversion products of andrographolide by Aspergillus ochraceus and their cytotoxic activities against human tumor cell lines[J].J Mol Catal B-Eneym,2011,68(1):89.
[13] Baranczewski P,Stanczak A,Sundberg K,et al.Introduction to in vitro estimation of metabolic stability and drug interactions of new chemical entities in drug discovery and development[J].Pharmacol Rep,2006,58(4):453.
[14] Chen H, Ma Y B,Huang X Y,et al.Synthesis,structure-activity relationships and biological evaluation of dehydroandrographolide and andrographolide derivatives as novel anti-hepatitis B virus agents[J].Bioorg Med Chem Lett,2014,24(10):2353.
[責任編輯 張燕]